所有实验方案都会不断更新调整，请及时登录网站查看最新版本，如果内容有问题请在下方留言或者直接联系我们
原创内容，欢迎转载，转载请注明出处
主笔：于浩
新透析袋处理
1、首先要根据自己的透析的目的来选择合适的分子截留量，并根据常用的实验场景剪下合适长度的透析袋。
2、用去离子水（蒸馏水）室温浸泡10 min，并用蒸馏水清洗干净
3、将一个5 mL的离心管底部钻一个5 mm的洞，将透析袋的一端困在5 mL离心管上，透析袋另一端用棉绳扎上密封。透析袋可以多次使用，所以尽量养成勤俭节约的好习惯，能够重复使用的就重复使用。
透析袋使用
1、用自来水冲洗透析袋3遍以上，再用蒸馏水重新2遍。
2、打开离心管上盖，将要透析的液体加入到透析袋内，注意不要加满，一定要留有2-3 mL的透析袋余量（用于透析液体膨胀），将透析袋中的空气全部挤出去，盖上离心管上盖。
3、将透析袋放入大烧杯中，如果透析袋过长可以用大量筒代替大烧杯。
4、根据自己的待透析样品的性质来选择透析的方式，下面2种方式只是参考（少量多次最好）：
方法1：在冰箱中预冷透析液，在室温下磁力搅拌器低速搅拌的情况下进行透析，可以放一瓶冷冻的矿泉水进行降温。样本和透析液的比例为1:50，每次透析2 h，透析2次。
方法2：冰箱中进行静置透析，每次透析4-6 h，样本和透析液的比例为1:50，每次透析2 h，透析2次。
5、透析完成后将透析液转移出来，并计算透析后的样本的体积。
6、清洗并保存透析袋。
透析袋清洗和保存
1、将透析袋用自来水冲洗3遍以上，再用蒸馏水冲洗2遍。
2、将透析袋保存在装有1 mM的EDTA的密封的瓶子中，一定要让透析袋完全浸泡到溶液中，将瓶子上盖盖上保证密封。
3、将瓶子保存在4℃冰箱中进行保存。
说明
由于原来的透析袋中有重金属离子和硫化物等污染物，因此我们当初使用透析袋的时候要加入1 mM的EDTA-Na2和0.5%的碳酸氢钠，pH为8.0左右。利用电磁炉煮沸10 min，再利用蒸馏水来清洗干净。但是现在新的透析袋不含杂质了，因此无需再像之前一样进行蒸煮，我们新的透析袋都是直接用蒸馏水泡过之后就开始使用，一直没有问题。我之前也尝试过用碳酸氢钠煮透析袋，后来发现也没有必要，所以不需要考虑透析袋材料，直接浸泡软化就可以使用了。
我们最开始使用透析袋的时候都是用橡皮筋或者棉绳来捆绑，后来就出现了透析袋夹子，但是我个人觉得这些方法都不好操作。所以我在博士期间对透析袋的使用方法进行了改进，将透析袋困在5 mL的离心管上面，这样使用保存都很方便，我个人认为是要比透析夹好很多。尤其是多次使用的时候，往里面装液体很容易，透析袋会始终飘在大烧杯顶部。
一般来说在低速搅拌的情况下，透析2 h就可以达到平衡。如果蛋白稳定性不好，也可以把透析的时间缩短到1 h或者30 min。透析建议在4℃中进行，如果不能将磁力搅拌器放到冰箱中可以先在冰箱中冷却透析液，同时在-20摄氏度冷冻一瓶矿泉水当做冰袋。如果蛋白稳定性高，可以在冰箱中静置透析，每次透析4 h。、
透析的原则是每次用少量的透析液，勤更换，这样可以在节省透析液的情况下保证透析效果。比如说5 mL的蛋白溶液按照1:100进行透析一次，需要使用500 mL的透析液，只能把杂质浓度降低到原来的一百分之一。但是如果每次使用100 mL的透析液，透析2次，只需要消耗200 mL的透析液，就可以把杂质浓度降低到原来的四百分之一。
很多资料中写着保存透析袋的时候要放在叠氮化钠中，但是叠氮化钠有毒，所以不推荐。也有文献写着保存在20%的乙醇中，就跟很多的蛋白纯化色谱的填料一样，这种方法主要是为了防止杂菌生长，但是缺点是酒精容易挥发，而且保存在20%的乙醇中透析袋容易变硬。我一直使用的是1 mM的EDTA-Na2来保存透析袋，也可以防止杂菌生长，所以我们一直是这样保存的，始终没有问题。上面几种方法都可以。其实最重要的是使用完成之后要马上清洗浸泡到溶液中，因为一旦干燥就很容易破碎。
评论区